Open Access
Issue
OCL
Volume 17, Number 3, Mai-Juin 2010
Dossier : Tournesol : champs de recherche
Page(s) 171 - 184
Section Agronomie – Environnement
DOI https://doi.org/10.1051/ocl.2010.0314
Published online 15 May 2010

© John Libbey Eurotext 2010

Le tournesol est essentiellement cultivé pour son huile, bien qu’une petite partie des graines soit directement consommée en alimentation humaine ou animale. Les graines, ou akènes, du tournesol contiennent de l’ordre de 45% d’huile, essentiellement utilisée en alimentation humaine mais aussi dans l’industrie, particulièrement pour la production de biocarburants. Après les pays de l’ex-URSS, la France et l’Espagne en sont les principaux consommateurs. L’huile de tournesol contient 98% d’acides gras et une fraction dite « insaponifiable » composée majoritairement de tocophérols (vitamine E) et de phytostérols.

Seule ou combinée à d’autres, c’est une huile capable de répondre à de nombreuses exigences du secteur de l’agroalimentaire. Elle est le plus souvent utilisée comme huile de table pure ou en mélange et pour la fabrication d’assaisonnements, de sauces, de margarines où sa composition permet de limiter l’usage de l’hydrogénation, génératrice d’acides gras trans. Sa teneur élevée en tocophérols et en phytostérols apporte un argument santé supplémentaire.

Elle est composée en moyenne de 67% d’acide linoléique (C18:2), 20% d’acide oléique (C18:1), 7% d’acide palmitique (C16:0) et 5% d’acide stéarique (C18:0), le reste (acides gras mineurs) étant surtout constitué d’acides gras saturés à longue chaîne : acides arachidique (C20:0); béhénique (C22:0) et lignocérique (C24:0) (Salas et al., 2005; Zheljazkov et al., 2009). Cependant, de nombreux travaux ont montré qu’il était possible de modifier le profil des acides gras et des composés mineurs en utilisant des mutations dans un petit nombre de gènes (Skoric et al., 2008).

Acides gras

Les acides gras sont stockés sous la forme de triacyglycérols (TAG) : leur synthèse est donc liée à celle du glycérol-3-phosphate (G3P) qui constitue une des étapes limitantes de leur accumulation.

La synthèse des acides gras est initiée à partir de l’acétyl-CoA, précurseur des groupes acétyle constitutifs de la chaîne (figure 1). Celui-ci est transformé en malonyl-CoA par l’acétyl-CoA carboxylase (ACC), transféré sur un cofacteur protéique (ACP ou acyl carrier protein) et utilisé par les 3-kétoacyl ACP synthases (KASI, II et III) pour l’allongement de la chaîne. Les carbones sont ainsi ajoutés deux par deux, sous la forme de groupe acétyle, pour obtenir un complexe palmitoyl (C16:0)-ACP ou stéaroyl (C18:0)-ACP. À ce stade, ce composé peut être désaturé entre le neuvième et le dixième carbone par une acyldésaturase (AAD1) spécifique, la ∆9 stéaroyl-ACP désaturase, ce qui produira un oléoyl (C18:1)-ACP.

thumbnail Figure 1.

Synthèse des acides gras dans les akènes de tournesol. AAC : acétyl-CoA carboxylase; ACP : acyl carrier protein (transporteur d’acides gras); MAT : malonyl-CoA : ACP-S méthyltransférase; KAS (I, II, III) : kétoacyl-ACP synthases; AAD1 : acido acyl desaturase delta 9; FAT : fatty acid thioesterases A pour les acides gras insaturés et B pour les acides gras saturés; GPAT : glycérol phosphate acyl transférase; LPAAT : lysophosphatidic acid acyl transferase; DGAT : diacyldlycéride acyl transférase; CPT : CDP-Choline : diacylglycéride phosphotransférase; FAD2 : oléoyl désaturase; FAE : complexe fatty acids elongase; VLCFA : acides gras à très longues chaînes (> 18 carbones ou very long chain fatty acids).

Les complexes sont alors hydrolysés par des fatty acyl thioesterases (FATA ou FATB) qui libèrent les acides gras. Chez le tournesol, trois acides gras (palmitique, stéarique et oléique) sont produits au niveau des plastes. Ils sont ensuite exportés sous forme acyl-CoA vers le cytoplasme où a eu lieu la synthèse des G3P. La première étape de la formation des triacylglycérides est catalysée sur la membrane du réticulum endoplasmique par la glycérol phosphate acyl transférase (GPAT) : un acide gras est transféré en position sn-1 sur le G3P, donnant l’acide lysophosphatidique (LPA), puis un second acide gras est transféré en position sn-2. Chez les plantes, la lysophosphatidic acid acyl transferase (LPAAT) a une plus grande affinité pour les chaînes insaturées, c’est donc l’acide oléique qui prend cette position. Une phosphatase génère le diacylglycérol (DAG) et celui-ci peut i) produire le TAG si un troisième acide gras est placé en position sn-3 par la diacylglycerol acyltransferase (DGAT), ou ii) être transformé en phosphatidylcholine (PC) si une choline est placée en sn-3 par la choline phosphotransférase (CPT).

Au niveau de la membrane du réticulum, l’acide oléique placé en sn-2 sur une PC peut subir une nouvelle désaturation par une enzyme membranaire, la FAD2, qui génère un oméga-6 linoléoyl-PC (C18:2). Par la suite, la choline peut être enlevée pour générer un DAG, puis un TAG.

Les acyl-CoA libres dans le réticulum endoplasmique peuvent être allongés pour former des acides gras à très longue chaîne (plus de 18 carbones). Cette réaction est limitée chez le tournesol, contrairement aux brassicacées. Le complexe enzymatique mis en jeu est constitué d’enzymes membranaires appelées fatty acid elongases (FAE) (Salas et al., 2005).

Les triacylglycérols sont stockés dans les corps lipidiques, formés par extension de la paroi du réticulum endoplasmique. Ces derniers sont maintenant considérés comme des organites à part entière : les oléosomes (Murphy, 2005; Shimada et Hara-Nishimura, 2010; Frandsen et al., 2001; Baud et Lepiniec, 2010).

Les oléosomes sont observables dans les embryons très tôt, six à sept jours après la fécondation, la synthèse et l’accumulation de lipides peuvent se poursuivre jusqu’à la fin de la croissance de l’embryon (Mantese et al., 2006). Le pic de la lipogenèse a lieu environ trois semaines après la floraison (Lagravere et al., 2004). Chez les variétés à plus faible teneur en huile, l’accumulation de l’huile cesse précocement (Mantese et al., 2006).

Facteurs de variation de la teneur en huile

Les fortes températures et faibles pluviométries induisent une diminution des teneurs en huile, probablement en provoquant un arrêt prématuré de la lipogenèse (Alpaslan et Gunduz, 2000). Celle-ci est fortement dépendante du flux de carbone qui permet de former les précurseurs de l’acétyl-CoA, mais aussi de fournir l’énergie et le pouvoir réducteur nécessaires grâce à la glycolyse (Weselake et al., 2009). La teneur totale en huile est négativement influencée par la teneur en azote minéral du sol (Zheljazkov et al., 2009). Des modifications de l’assimilation carbonée postfloraison (« la source ») conduisent à modifier la masse des grains et leurs concentrations en huile. La masse des grains dépend aussi de l’importance du puits (c’est-à-dire du nombre de grains par plante), pouvant être estimée à partir de l’indice foliaire à la floraison qui traduit la « résultante » de croissance végétative (Mercau et al., 2001). La variabilité au niveau du rendement en huile d’une variété de tournesol pourrait être mieux appréciée (ou expliquée) par la dynamique des relations sources × puits postfloraison (Ruiz et Maddonni, 2006). Les différences de concentration en huile des graines de tournesol sont ainsi fortement liées à la croissance des différents constituants de l’akène (péricarpe-amande) et à leurs interactions. Le remplissage des graines chez le tournesol, et plus particulièrement l’accumulation des réserves lipidiques au niveau de la graine, est assez bien décrit dans la littérature d’un point de vue analytique (Mantese et al., 2006), mais il existe de fortes interactions entre les variétés, l’environnement et la conduite culturale.

Variabilité des profils

Le tournesol transforme naturellement une grande partie de son acide oléique en acide linoléique. La désaturase (FAD2) impliquée est sensible à la chaleur. En effet, la régulation de la fluidité des acides gras dans la cellule et les membranes se fait en ajustant le taux de désaturation des lipides : à température élevée, elle doit être plus faible qu’à température basse. L’activité FAD2 est ralentie par l’augmentation de la température. De nombreux travaux ont montré une augmentation de la teneur en acide oléique avec la température cumulée durant le pic d’activité de la lipogenèse (Alpaslan et Gunduz, 2000; Roche et al., 2006; Baud et Lepiniec, 2010).

La mutation oléique dominante, obtenue dans la population Pervenets par Soldatov en 1976, est une mutation supprimant l’activité FAD2 suite à une duplication du gène qui produit un phénomène de silencing (Lacombe et al., 2009), cependant une activité subsiste puisque les tournesols high oléiques (HO) synthétisent toujours au moins 5% d’acide linoléique (Lagravere et al., 2004). En fait, l’activité FAD2 chez le tournesol est assurée par une famille d’au moins trois gènes dont un seul, spécifiquement exprimé dans la graine, est inhibé par la mutation Pervenets. Cette mutation dominante s’exprime uniquement dans la graine et semble fortement modulée par le fond génétique. Ainsi, en combinant sélection et pratique culturale, les variétés portant la mutation peuvent produire de 70 à plus de 90% d’acide oléique (Izquierdo et Aguirrezabal, 2008).

Pour les besoins de l’industrie, la production de tournesol présentant d’autres profils est aussi étudiée (Perez-Vich et al., 2002a; Perez-Vich et al., 2002b; Salas et al., 2007). On peut ainsi trouver des mutants produisant jusqu’à 37% d’acide stéarique (Fernandez-Moya et al., 2002) ou 30 à 35% d’acide palmitique (Serrano-Vega et al., 2005). Les phénotypes high stéariques sont dus à la combinaison de deux modifications d’activité enzymatique : une réduction ou une inhibition de l’activité, la ∆9-stéaroyl-ACP désaturase accompagnée d’une augmentation de l’activité (FATB) qui libère les acides gras de leur transporteur protéique (Cantisan et al., 1999). Une réduction de l’activité KASII liée à une augmentation de l’activité FATB est impliquée dans les phénotypes high palmitique (Serrano-Vega et al., 2005). La combinaison des deux caractères « high » oléique et stéarique serait d’un grand intérêt pour l’industrie en produisant des lignées à forte teneur en acides gras saturés, autres que l’acide palmitique soupçonné d’avoir une action néfaste sur la santé. Actuellement, malgré une corrélation génétique négative (Perez-Vich et al., 2002a), les meilleures combinaisons de mutants sont arrivées à un profil 25% stéarique/62% oléique (Pleite et al., 2006). Enfin, plusieurs mutations auraient permis d’obtenir des lignées présentant jusqu’à 80% d’acide linoléique (Skoric et al., 2008). La modification des teneurs en acides gras à longues chaînes semble plus difficile : chez le tournesol, les FAE sont fortement rétro-inhibées par leur substrat (Salas et al., 2005).

Influence de l’environnement sur les profils d’acide gras

De nombreux auteurs ont mis en évidence une baisse de la teneur en acide stéarique lorsque les températures augmentent, et cela autant chez les lignées classiques que chez les high stéariques. Cependant, ce phénomène est moins général que celui qui touche la production d’acide oléique, puisqu’une mutation dont le comportement est inverse a été décrite (Fernandez-Moya et al., 2002). Le comportement de ces mutations est fortement influencé par le fond génétique des lignées dans lesquelles elles sont introduites. Un important travail reste encore à faire pour évaluer la stabilité de ces expressions selon les hybrides et les conditions environnementales fréquemment rencontrées dans les grandes zones de culture du tournesol : fortes températures, forts éclairements et stress hydrique.

L’étude de lignées recombinantes issues d’un croisement entre deux lignées classiques et présentant une forte transgression pour les profils d’acides gras a permis de mettre en évidence des QTL spécifiques aux situations environnementales (stress hydrique vs irrigué) ou communs aux différentes conditions de culture (Ebrahimi et al., 2008).

Composés mineurs

L’huile de tournesol bénéficie d’une bonne image, en raison de sa composition équilibrée en acides gras insaturés, cependant sa trop forte teneur en acides gras oméga-6 pourrait la désavantager pour une utilisation principale en alimentation, car notre alimentation est déjà déséquilibrée en faveur des oméga-6 (Blouin et al., 2006). Un nouvel intérêt pour cette huile pourrait provenir de sa grande richesse en composés mineurs, notamment en tocophérols (vitamine E), intéressants tout autant pour leur effet santé (Colombo, 2010) que pour leur action antirancissement de l’huile (Seppanen et al., 2010). Les phytostérols sont aussi présents en quantité importante. Par leur activité hypocholestérolémiante reconnue (Demonty et al., 2009), ils apportent une bonne plus-value qualitative à l’huile de tournesol. Ainsi, impulsés par l’émergence du concept « aliments-santé », et par une demande croissante en direction de produits d’origine naturelle et hautement renouvelables, les efforts de recherche et de développement sur la fraction insaponifiable de l’huile se sont multipliés au cours des dernières années. À l’heure actuelle, lors du raffinage de l’huile brute et plus précisément à partir du distillat de désodorisation, les phytostérols sont extraits et purifiés pour être valorisés (Fernandes et Cabral, 2007). La fraction tocophérolique est quant à elle valorisée dans l’huile raffinée; cependant, sa teneur est étroitement liée au processus de raffinage avec des pertes allant de 25 à 75% (Tasan et Demirci, 2005), mais également aux conditions de stockage (Verleyen et al., 2002).

Tocophérols

Les tocophérols désignent un ensemble de molécules composées d’un noyau 2-méthyl-6-chromanol et d’une chaîne latérale de 16 atomes de carbone saturée en C2 (DellaPenna et Pogson, 2006). La chaîne carbonée existe sous deux formes : une forme comprenant trois insaturations qui caractérise les tocotriénols et une forme totalement saturée pour les tocophérols. Pour chacune de ces catégories, on trouve quatre composés (α, β, γ et δ) selon la position des substitutions méthyl en C5, C7 et C8 de l’anneau aromatique (figure 2). L’ensemble constitue les tocochromanols.

thumbnail Figure 2.

Structure des tocochromanols. Tous les isomères naturels des tocophérols ont la même configuration stéréochimique, la forme RRR.

Biosynthèse

Les tocochromanols sont synthétisés uniquement dans les organismes photoautotrophiques (plantes et microalgues) par l’union de deux composés issus de deux voies métaboliques différentes : la chaîne prényl latérale (phytyldiphosphate [PDP] ou géranylgénranyl diphosphate [GGDP]), produite par la voie de biosynthèse des isoprénoïdes, et le noyau chromanol (acide homogentisique ou HGA), issu de la voie du shikimate (DellaPenna et Pogson, 2006; Mene-Saffrane et DellaPenna, 2010).

Cette catalyse est assurée par une homogentisate phytyltransférase (HPT), la fonction HGGT peut être assurée par la même enzyme, bien que la fonction spécifique ait été isolée chez certains végétaux (Falk et Munne-Bosch, 2010). On obtient alors le 2-méthyl-6-phytylbenzoquinone (MPBQ), précurseur commun des quatre formes α, β, γ et δ. Il peut subir une méthylation supplémentaire en R2 et donne alors 2,3-diméthyl-6-phytylplastoquinol (DMPBQ), et la synthèse des tocophérols est alors divisée en deux voies : ces composés seront à l’origine soit du δ- (précurseur MPBQ), soit du γ- (précurseur DMPBQ) tocophérol. Ces formes δ ou γ peuvent alors être à nouveau méthylées en position R1 (par la γ-méthyltransférase) pour donner respectivement les formes β ou α. Cette dernière est finalement la forme la plus hautement méthylée (DellaPenna et Pogson, 2006) (figure 3).

thumbnail Figure 3.

Biosynthèse de tocophérols. Enzymes : GGPD : géranylgéranyl pyrophosphate réductase; HPT : homogentisate phytyltransférase; HGGT : homogentisate géranylgéranyl transférase (cette fonction est peut-être assurée par HPT); MPBQ-MT : methyl-phytyl-benzoquinone-méthyltransférase; γ-MT : γ-tocophérol méthyltransférase; HPPD : HPP dioxygénase. Les sigles VTE (vitamine E) sont aussi utilisés pour les différents points clés de la biosynthèse. Métabolites : MGGBQ : 2-méthyl-6-géranylgéranyl-1,4-benzoquinone; MPBQ : 2-méthyl-6-phytyl-1,4-benzoquinone; DMPBQ : 2,3-diméthyl-6-phytyl-1,4-benzoquinone; HPP : p-hydroxyphénylpyruvate; HGA : acide homogentisique.

Très probablement, les γ- et les δ-tocophérols sont synthétisés via la même cyclase (VTE1). Parallèlement, la méthylation finale qui donne les formes α et β- tocophérols pourrait être catalysée par là même tocophérol méthyl transférase (VTE4) (Hofius et Sonnewald, 2003; DellaPenna et Pogson, 2006).

Intérêt pour la santé

Parmi les huit molécules composant le groupe des tocochromanols, seul l’α-tocophérol est transporté dans la cellule, et les animaux ne peuvent pas faire d’interconversion des différents tocophérols (Traber, 2007). La synthèse chimique de l’α-tocophérol (Chenevert et Courchesne, 2002) est possible à partir des autres formes, mais cette synthèse produit un mélange racémique de huit stéréoisomères; c’est ce mélange qui est vendu comme complément vitaminique E. Les transporteurs membranaires ne reconnaissent que la seule forme RRR α-tocophérol. L’activité vitaminique réelle est donc stricto sensu due à cette molécule uniquement. En revanche, tous les tocochromanols ont une activité antioxydante (Traber, 2007).

Rôle dans la plante

Les tocophérols sont des composés membranaires essentiels synthétisés dans la membrane interne des plastes (DellaPenna et Pogson, 2006). L’α-tocophérol est spécifiquement présent dans les tissus photosynthétiquement actifs, il les protège en réduisant les oxygènes actifs et les radicaux péroxydes produits par les photosystèmes et aide ainsi à la tolérance au stress (Falk et Munne-Bosch, 2010; Lichtenthaler, 2007). Son rôle est cependant plus large et incomplètement élucidé, il a été mis en évidence dans la régulation de l’assimilation carbonée sous stress, en particulier sous les basses températures (Maeda et al., 2008), et dans la signalisation de la mort cellulaire (Li et al., 2008).

La production des autres tocochromanols a surtout lieu lors de la différenciation des oléosomes (Fisk et al., 2006). Le γ-tocophérol semble particulièrement impliqué dans la tolérance au stress osmotique et à la dessiccation, ce qui explique sa grande importance dans la plupart des fruits et des graines. De même, les tocotriénols ne sont présents que dans les graines, ils pourraient avoir un rôle différent des tocophérols. Ces deux catégories de tocochromanols ne sont pas localisées au même endroit dans l’embryon et pourraient le protéger contre l’oxydation des lipides de réserve et maintenir sa viabilité lors de la dessication (Falk et Munne-Bosch, 2010).

Variation de la teneur dans l’huile

La teneur et la composition en tocophérols dans les huiles varient selon les espèces végétales et au sein d’une même espèce selon les génotypes (tableau 1). Parmi les oléagineux, le tournesol se situe entre le colza et le soja avec une teneur totale en tocophérols de 546 à 1 872 mg/kg d’huile selon les génotypes (Demurin et al., 1996; Velasco et al., 2002; Ayerdi-Gotor et al., 2006). La cinétique d’accumulation dans la graine montre un maximum d’activité entre trois et quatre semaines après la floraison, ce qui coïncide avec la cinétique d’accumulation des acides gras (Ayerdi-Gotor et al., 2006). Le tournesol est le seul oléagineux dont les tocochromanols sont constitués essentiellement d’α-tocophérol. Ce qui en fait une huile au profil particulièrement intéressant pour l’alimentation humaine et animale, de par sa très grande activité vitaminique.

Tableau 1.

Teneur (mg/kg d’huile) et composition (%) en tocophérols dans les principales huiles végétales.

Quelles que soient les espèces, on trouve une part significative de variation due à des effets environnementaux. Ainsi, l’effet du lieu de culture s’est montré significatif sur le colza (Marwede et al., 2004), sur l’avoine et l’orge (Peterson et Qureshi, 1993), sur le soja (Dolde et al., 1999) et sur le tournesol (Velasco et al., 2002). Une augmentation de la température entraîne une diminution des tocophérols libres, chez le soja (Dolde et al., 1999) ou chez le tournesol (Izquierdo et al., 2007). Mais d’autres auteurs montrent plutôt une augmentation en cas de stress, qu’il soit thermique ou hydrique, cette variation ne touchant en fait que l’α-tocophérol et cet effet serait dépendant de la variété (Britz et Kremer, 2002). La teneur en tocophérols diminue avec un stockage prolongé des graines lié à une réduction de leur viabilité (Tammela et al., 2005; Zacheo et al., 2000; Lampart-Szczapa et al., 2003). La teneur en tocophérols diminue d’autant plus rapidement que la graine est décortiquée ou endommagée (Zacheo et al., 2000; Wagner et al., 2003).

La variabilité génétique des teneurs et des compositions en tocophérols a été démontrée chez de nombreuses espèces cultivées : colza, soja, avoine, blé, maïs, riz (Dolde et al., 1999; Kurilich et al., 1999; Goffman et Becker, 2002; Velasco et al., 2002; Bergman et Xu, 2003; Hampshire, 1993). Une étude multilocale (13 départements en France) et pluriannuelle (de 2002 à 2004) sur quatre génotypes (Aurasol®, All-star RM, Melody et Prodisol) a montré un effet génotypique significatif : Prodisol, avec une teneur moyenne en tocophérols totaux de 804,8 mg/kg d’huile est significativement plus riche que Melody (664,8 mg/kg). Les fortes chaleurs de l’année 2003 ont par ailleurs entraîné une diminution significative de la teneur en tocophérols totaux chez les quatre variétés (Ayerdi-Gotor, 2008). Une étude par croisements de type top cross de sept lignées mâles croisées par sept lignées femelles a montré, après culture des 47 hybrides F1 sur deux années (2005 et 2006) sur six lieux en France, que la teneur en tocophérols était héritable. La décomposition de la variance indique la présence principalement de variance additive (forte aptitude générale à la combinaison) conduisant à une héritabilité au sens étroit plutôt élevée (h2 = 0,62), ce qui permet la mise en place de programme de sélection précoce (Ayerdi-Gotor et al., 2008a). Chez le brocoli et le maïs doux, la part de variation de la teneur en tocophérol due aux effets génotypiques représente plus de 50% de la variance phénotypique (Ibrahim et Juvik, 2009). Quelques QTL relativement forts (R2 ≈ 10%) ont été mis en évidence pour les α- et les γ-tocophérols chez le soja (Li et al., 2010).

Variation de profil

De nombreux travaux publiés sur le tournesol sont orientés vers une modification du profil des tocophérols afin d’augmenter la stabilité de l’huile (le γ-tocophérol étant le plus antioxydant). De récentes études proposent des génotypes dont la teneur en β-, δ- ou γ-tocophérol est supérieure à celle de l’α-tocophérol (Velasco et al., 2004a). L’accumulation des tocophérols serait sous l’influence de deux gènes (Tph1 et Tph2). Tph1 interviendrait sur la concentration en α- et en β- tocophérol. Si l’on se réfère aux voies de synthèse, cette fonction concernerait probablement l’activité MPBQ méthyl transférase (figure 3). Le gène Tph2 contrôlerait le niveau d’α- et de γ- tocophérols, c’est-à-dire l’activité VTE3, tandis que Thp1 contrôlerait la méthylation du MBPQ, donc la balance entre les deux branches de la synthèse (VTE4) (Demurin et al., 2004). Ces deux locus seraient indépendants (Vera-Ruiz et al., 2006), car ils sont localisés dans des groupes de liaison différents. Des mutants avec des teneurs élevées en γ-tocophérol (85%), en β-tocophérol (jusqu’à 77%) ou en δ-tocophérol (jusqu’à 73%) ont été obtenus par combinaison des deux mutations (Velasco et al., 2004a; Garcia-Moreno et al., 2006). La teneur en β-tocophérol peut être encore augmentée par une triple mutation : en fait, l’activité VTE4 semble codée par deux gènes (Hass et al., 2006; Tang et al., 2006).

L’augmentation de la teneur en tocophérols, et plus particulièrement de la forme α-tocophérol, reste possible avec la surexpression des activités VTE2 et VTE4 qui permettent de diminuer la teneur des autres formes tocophérols (DellaPenna et Pogson, 2006). La teneur totale dans les graines chez arabidopis peut être multipliée par plus de dix (Collakova et DellaPenna, 2003), des résultats du même type ont été obtenus chez le soja en utilisant cette double mutation, combinée à une surexpression de la synthèse de la tête chromanol et de la GGPD réductase (figure 3). Cependant, plus de 90% des tocochomanols accumulés sont des tocotriénols (Karunanandaa et al., 2005).

Phytostérols

Les stérols des plantes ou phytostérols sont des alcools stéroïdes, membres de la famille des terpènes. Les phytostérols sont constitués d’un assemblage tétracyclique cyclopentaphénanthrénique (A, B, C, D) comprenant un groupement hydroxyle en position 3 du cycle A et une chaîne latérale méthylée ou non en C24. Les phytostérols ont une structure chimique similaire au cholestérol (figure 4).

thumbnail Figure 4.

Structure chimique des phytostérols principaux de l’huile de tournesol. A) structure générale d’un stérol libre; B) numérotation des carbones (contrairement au cholestérol, les phytostérols portent sur le carbone 24 un groupement éthyl (β-sitostérol ou stigmastérol) ou méthyl (campestérol); C) stéryl glucoside (SG); D) acyl stéryl glucoside (ASG) et; E) stéryl ester ou (SE). L’acide gras pris en exemple ici est l’acide oléique, et les conjugués représentés sont un oléoylstérol (en E) et un oléoyl glycosylstérol (en D).

Les principaux phytostérols des plantes sont le β-sitostérol, le stigmastérol et le campestérol (figure 4). Les champignons produisent presqu’exclusivement un composé qui leur est spécifique : l’ergostérol. Ces composés sont les équivalents du cholestérol des vertébrés. Chez le tournesol, le β-sitostérol, largement majoritaire, représente environ 60% des phytostérols totaux (Phillips et al., 2002). Les stérols se trouvent aussi sous forme conjuguée. Le radical hydroxyl présent en C3 peut être la cible de plusieurs transformations : une estérification, souvent par l’acide oléique ou palmitique, donnera un stéryl ester (SE); une glycoslysation produira un stéryl glucoside (SG). En général, le sucre est un glucose, et il peut aussi être acylé en C6’ pour donner un acyl SG (ASG).

Dans l’huile, la forme libre est la plus fréquemment rencontrée. Elle contient environ 60% des stérols sous forme libre et le reste est sous forme estérifiée (Phillips et al., 2002). Les phytostérols sont appelés stanols lorsqu’ils sont hydrogénés, ils sont à l’état de traces dans les plantes, les oléagineux et les huiles végétales et en quantités plus importantes lors de la transformation d’un produit pour un usage commercial (Moreau et al., 2002).

Biosynthèse

Les phytostérols sont synthétisés au niveau du réticulum endoplasmique via la voie du mévalonate, puis ils sont transportés vers la membrane plasmique via l’appareil de Golgi. Le mécanisme de ce transport vers les membranes n’est pas encore élucidé chez les plantes, il implique probablement des transporteurs protéiques du même type que les oxysterol-binding-protein connus chez les animaux et les champignons (Boutte et Grebe, 2009).

Le mévalonate permet de produire le farnesyl diphosphate qui est ensuite condensé en une molécule de squalène. Puis, grâce à une époxidase (squalène epoxydase [SQE]), le squalène est transformé en 2,3 oxydosqualène (figure 5). La méthylation du cycloarténol sur le carbone 24, catalysée par la SMT1, est spécifique des végétaux et marque l’entrée dans la voie des phytostérols. Par l’intermédiaire de l’obtusifoliol, le 24-métylène lophénol est produit. S’il est méthylé une seconde fois en C24 par un stérol méthylase spécifique (SMT2), il donnera les éthyl stérols dont font partie le β-sitostérol et le stigmastérol, sinon, les mêmes enzymes produiront les méthyl stérols, dont le campestérol, point d’entrée dans le métabolisme des brassinostéroïdes (Piironen et al., 2000a; Schaller, 2004; Schaller, 2003; Boutte et Grebe, 2009).

thumbnail Figure 5.

Synthèse des phytostérols du tournesol. Enzymes : AAS : acyl acétyl-CoA synthase; HMGS : 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA synthase; HMGR : 3-hydroxy-3-méthylglutaryl-CoA réductase; MK : mévalonate kinase; MPK : phosphomévalonate kinase; MVD : mévalonate diphosphate décarboxylase-IPI : IPP isomérase; FPS : farnésyl diphosphate synthase; SQS : squalène synthase; SQE : squalène époxidase; CAS : cycloartenol synthase; SMT1 : stérol méthyltransférase 1; SMT2 : stérol méthyltransférase 2. Métabolites : IPP : isopentényl diphosphate; DMAPP : dimethylallyl diphosphate. Les flèches rouges indiquent les modifications apportées par les réactions enzymatiques. Le cholestérol n’est pas synthétisé par le tournesol, mais on le trouve à l’état de traces chez certains végétaux. Dans ce cas, il est synthétisé à partir du cycloarténol alors qu’il est issu du lanostérol chez les animaux.

L’un des facteurs limitants de l’accumulation des phytostérols est la synthèse du mévalonate : celui-ci dépend de l’activité 3-hydroxy-3-méthylglutaryl coenzyme A réductase 1 (HMGR1), et lorsque cette enzyme est sur activée, l’accumulation des phytostérols peut être multipliée par deux ou trois (Harker et al., 2003; Schaller, 2003; Hey et al., 2006).

Intérêt pour la santé

C’est en raison de leur pouvoir hypocholestérolémiant que les stérols d’origine végétale ont suscité le plus d’intérêt. Grâce à leurs propriétés amphiphiles, ils inhibent l’absorption intestinale du cholestérol en le remplaçant dans les micelles de sels biliaires (Trautwein et al., 2003; Brufau et al., 2008). Les phytostérols sont aussi étudiés pour leur action anticancéreuse (Bradford et Awad, 2007), immunomodulatrice et anti-inflammatoire (Bouic et Lamprecht, 1999). Ils sont aujourd’hui largement utilisés en industrie agroalimentaire pour la fabrication d’aliments fonctionnels. En raison de leurs caractères amphiphiles, les phytostérols possèdent également un pouvoir émulsifiant et pénétrant. Cette propriété est utilisée en cosmétique où ils sont souvent employés comme agents antidessiccateurs de l’épiderme et du cuir chevelu (Folmer, 2003). Les stanols et leurs dérivés sont aussi connus depuis longtemps pour leur intérêt dans la protection de l’hypercholestérolémie (Piironen, Lindsay, et al., 2000a). Bien que leur efficacité ne semble pas meilleure que celle des phytostérols (Talati et al., 2010), ils seraient plus sûrs, car moins absorbés par l’intestin.

Rôle dans la plante

Les phytostérols sont localisés dans les membranes lipidiques cellulaires sous la forme libre (β-OH en C3). La région lipophile de la molécule est intégrée à l’intérieur de la couche lipidique membranaire, seul le groupement hydroxyle est en contact avec le milieu aqueux. Les phytostérols libres servent à stabiliser les bicouches phospholipidiques dans les membranes cellulaires, à l’identique du cholestérol dans les membranes cellulaires animales (Moreau et al., 2002). Ils permettent ainsi de rigidifier et de contrôler le niveau de fluidité des membranes cellulaires en ayant la capacité de restreindre la mobilité des chaînes acyles des graisses (Hartmann, 1998).

Cependant, leur rôle serait plus actif qu’on ne le pensait initialement : leur implication dans les régulations hormonales est très étudiée, aussi bien en tant que précurseurs des brassinostéroïdes (Schaller, 2003), que directement au niveau de l’organisation de la membrane cellulaire, en tant que médiateurs de l’interaction entre les protéines et les lipides membranaires (Schaller, 2003).

Les stérols des champignons et des animaux sont impliqués, au côté des sphingolipides et des protéines spécifiques, dans l’organisation de microdomaines membranaires appelés rafts (Eggeling et al., 2009). Ces microdomaines sont moins bien caractérisés chez les plantes, mais leur existence ou des systèmes équivalents sont actuellement étudiés (Zappel et Panstruga, 2008). Par ce biais, on pourrait mieux comprendre la forte implication des phytostérols dans le transport de l’auxine, la polarisation des cellules, l’endocytose et la communication intercellulaire (Boutte et Grebe, 2009). Les phytostérols jouent également un rôle déterminant dans la division et la différenciation cellulaire et plus particulièrement dans la régulation du développement embryonnaire ainsi que dans la fertilité en facilitant la germination du tube pollinique (Clouse, 2000). Les variations de teneurs en phytostérols pourraient être corrélées avec l’adaptation des plantes aux variations de température (Palta et al., 1993).

Les stérols se trouvent en faibles quantités dans le réticulum endoplasmique, le tonoplaste, les membranes mitochondriales et dans les chloroplastes. Ils ne sont pas présents dans les membranes des thylacoïdes (Hartmann, 1998). Les SE, présents en grande quantité dans les organes de réserve, sont impliqués dans le stockage des stérols et la régulation de leur teneur dans les membranes. La phospholipid stérol acyl tranférase responsable de cette estérification (PSAT) est fortement stimulée par la présence de stérols libres (Banas et al., 2005). Le rôle des SG est probablement plus complexe. La fonction de ces glycoconjugués est encore mal connue. Ils pourraient avoir un rôle spécifique au niveau membranaire (Grille et al., 2010). Par exemple, le sitostérol SG serait l’initiateur de la synthèse de la cellulose chez le coton (Peng et al., 2002). On sait peu de choses sur leur rôle dans les graines. Récemment, on a montré que la fraction de stérols estérifiés diminuait durant la maturation de la graine pour s’établir à moins de 20% à 90 jours après floraison (Zlatanov et al., 2009).

Variations de la teneur dans l’huile

Comme pour les tocophérols, la teneur et la composition des phytostérols varient en fonction de l’espèce végétale : soja, colza, tournesol, avoine et selon les variétés (tableau 2). La majorité des huiles végétales contiennent de 1 à 5 g de stérols/kg d’huile. L’huile de tournesol est particulièrement riche puisque les extraits par pression à froid peuvent présenter jusqu’à 0,5 ou 1% de phytostérols totaux dans leur huile (Piironen et al., 2000b). L’huile de tournesol contient majoritairement du β-sitostérol devant le campestérol et le stigmastérol. Contrairement au colza, elle ne contient pratiquement pas de squalène qui participe à la synthèse des graisses et à la formation du cholestérol, ce qui lui confère des atouts nutritionnels.

Tableau 2.

Teneur et composition en phytostérols (g/100 g d’huile) dans les principales huiles végétales.

L’effet environnemental affecte significativement l’accumulation des stérols dans la graine, cependant l’effet du lieu de culture est beaucoup moins important que sur les tocophérols (Vlahakis et Hazebroek, 2000; Hamama et al., 2003; Zangenberg et al., 2004), voire inexistant sur une culture multilocale d’avoine (Maatta et al., 1999). D’après Vlahakis et Hazebroek (2000), la teneur totale en phytostérols augmente avec la température durant la maturation de la graine sur du soja. La teneur en phytostérols totaux apparaît significativement augmentée par les fortes températures chez certains hybrides de tournesol (Ayerdi-Gotor et al., 2008b). Au contraire, sur du seigle, elle diminue si les températures sont élevées (Zangenberg et al., 2004). Pendant la maturation des akènes, la cinétique d’accumulation varie selon les différentes formes de phytostérols. Pour le ∆7-avénastérol, l’accumulation se réalise pendant toute la phase de maturation, tandis que pour le campestérol et le stigmastérol, le maximum est atteint avant le 26e jour après floraison et reste stable ou diminue légèrement, pendant la maturation de l’akène (Ayerdi-Gotor et al., 2008b). Une étude biannuelle portant sur la comparaison de trois hybrides de tournesol (Santiago, Proléic 204 et Ichraqles) montre que la date de semis influe sur le remplissage de l’akène, mais également qu’un apport en eau entraîne une diminution de la teneur en phytostérols (Roche et al., 2006).

L’étude de la cinétique d’accumulation des phytostérols en condition normale de culture sur quatre variétés hybrides, en 2002 et 2003, montre que relativement à la matière sèche de la graine, la teneur finale de l’huile en phytostérols totaux est atteinte dès la troisième semaine après floraison, ce qui correspond au maximum d’accumulation des acides gras. Une étude récente a montré que 25% des phytostérols semblent provenir de la coque (Roche et al., 2010). Chez le colza, l’étude d’une population d’haploïdes doublés a mis en évidence trois QTL expliquant 60% de la variance de la teneur totale en phytostérols. Le profil étant peu affecté par ces QTL, ils pourraient plutôt concerner les activités HMGR et SMT1 (figure 5). La corrélation inverse entre les teneurs en acide érucique et en phytostérols pourrait indiquer une compétition entre les FAE et la voie du mévalonate pour l’acétyl-CoA dont la teneur serait limitante dans le réticulum endoplasmique (Amar et al., 2008). Il existe des différences entre les hybrides pour la teneur en phytostérols chez le tournesol, mais l’étude d’un top cross entre sept lignées mâles et sept lignées femelles n’a pas montré de forts effets additifs (Ayerdi-Gotor, 2008).

Variation des profils

Peu d’études traitent des modifications de composition des phytostérols sur la culture du tournesol. La composition en phytostérols varie significativement, avec une augmentation du pourcentage en campestérol et une faible diminution des teneurs en stigmastérol et en β-sitostérol, lorsque la température augmente, ce qui pourrait indiquer une différence de comportement de la SMT2 (Ayerdi-Gotor et al., 2008b). Le rapport sitostérol/campestérol semble influencé aussi par l’apport en azote chez le colza (Gul et al., 2007). D’une manière générale, la manipulation de la balance entre les méthyl et les éthyl stérols est délicate, car leur équilibre peut affecter fortement le phénotype de la plante, en modifiant la synthèse des brassinostéroïdes ou par l’influence directe du stigmastérol sur le développement de la plante (Boutte et Grebe, 2009). Une forte augmentation de la synthèse des phytostérols s’accompagne en général d’une augmentation de la teneur de la graine en SEs.

Extraction et quantification de l’huile et analyse

Les procédés industriels permettent d’extraire quasiment toute l’huile, mais ces différentes opérations d’extraction au solvant suivies du raffinage altèrent la composition de l’huile en diminuant les composés bénéfiques tels que les tocophérols et en faisant apparaître des acides gras trans (Brevedan et al., 2000). À l’échelle du laboratoire, la détermination de la composition des akènes commence par une extraction de l’huile. Deux méthodes d’extraction à chaud sont utilisées. La méthode normalisée du Soxhlet NF EN ISO 659 (1998), basée sur une extraction de l’huile à l’hexane, nécessite plusieurs extractions pour extraire la totalité de l’huile. Cette méthode s’avère longue, fastidieuse et consommatrice de solvant. La seconde méthode est une extraction automatique de l’huile ASE (accelerated solvent extractor). Elle repose sur le même principe que la précédente, mais elle fonctionne à des températures et des pressions élevées afin d’accroître l’efficacité de l’extraction. Cette technique est rapide (30 minutes par échantillon) et très économe en solvant. La comparaison des différentes techniques d’extraction ainsi que les paramètres déterminant les conditions d’extraction et le nombre de cycles ont été définis par Matthaus et Bruhl (1999).

Après extraction de l’huile, les teneurs et les compositions des tocophérols peuvent être déterminées par chromatographie liquide haute performance (HPLC) selon la norme ISO 9936 (EC, 1997), tandis que les teneurs et compositions des acides gras et des phytostérols, après dérivatisation, sont déterminées par chromatographie en phase gazeuse (CPG) NF EN ISO 5508 (EC, 1995) et ISO 12228 (EC, 1999). Ces méthodes de référence sont plutôt longues et coûteuses, elles utilisent des produits chimiques dangereux (hexane) et requièrent du personnel qualifié. Elles sont donc difficiles à concilier avec les besoins des programmes de sélection qui nécessitent un outil analytique rapide, fiable et facile à mettre en œuvre pour sélectionner des lignées et des hybrides en grande quantité.

La spectrométrie proche infrarouge (SPIR) peut répondre en partie à cette demande. Elle est utilisée pour déterminer différents paramètres sur une grande variété de matrices de graines ou d’huiles végétales à partir de la discrimination de certaines bandes d’absorption (Hourant et al., 2000). Il est ainsi possible d’estimer les taux d’humidité, la teneur en huile, les taux de protéines et de composition en acides gras par SPIR sur des graines de sésame (Sato et al., 2004; Sato et al., 2003); le profil d’acides gras sur graines entières de colza (Sato et al., 1998) ou sur des olives entières (Leon et al., 2003). Malgré la lourdeur de la phase d’étalonnage, l’analyse SPIR permet des analyses simultanées sur plusieurs composés, avec une grande rapidité, une faible quantité de produit et un coût analytique faible. Cette technique peut être utilisée en laboratoire ou comme système embarqué. L’importance du développement d’hybrides de tournesol à haute teneur en acide oléique a impulsé, ces dernières années, de nombreuses études pour évaluer la capacité de la SPIR à prédire la composition en acides gras.

Les mesures sur tournesol posent cependant un problème particulier en raison de l’interférence de la coque noire de l’akène avec les infrarouges. De nombreux travaux se sont penchés sur cette question : akène entier non décortiqué, akène entier décortiqué, akènes broyés ou huile (Sato et al., 1995; Perez-Vich et al., 1998; Velasco et al., 1999; Velasco et al., 2004b; Moschner et Biskupek-Korell, 2006; Ayerdi-Gotor et al., 2008c). Les résultats montrent que l’outil SPIR permet de prédire avec un coefficient de détermination supérieur à 98% les teneurs en acide oléique et en acide linoléique pour toutes les matrices excepté sur la graine intacte. La prédiction des autres acides gras tels que l’acide palmitique et l’acide stéarique est obtenue avec une précision moindre (R2 = 80%), car la gamme de variabilité des teneurs est plus étroite pour ces deux composés. Un meilleur coefficient de détermination sur une graine entière (R2 = 88%) a été obtenu par la création d’hybrides mutants enrichis en acide stéarique (Velasco et al., 2004a). La précision des équations de calibration dépend de la matrice de l’échantillon et des méthodes de référence. Les travaux de Perez-Vich et al. (1998), sur l’évaluation du profil d’acides gras, ont montré une diminution des valeurs de prédiction en fonction de la matrice utilisée (huile, graines entières ou broyées de tournesol); la meilleure prédiction étant celle réalisée sur des graines broyées. Ces travaux confirment l’importance de la nature de la matrice. Cependant, dans le cas du tournesol, la détermination sur une matrice d’akènes broyés ne répond pas complètement aux besoins des programmes de sélection du tournesol (un akène broyé ne peut plus être utilisé dans un programme de croisement). C’est pourquoi des équations de prédiction des teneurs en acides gras sur akène isolé entier décortiqué ont été développées (Ayerdi-Gotor et al., 2008). Les validations croisées ont montré une bonne capacité de prédiction, avec un avantage logique pour les acides gras les plus abondants (acide linoléique : R2 = 0,970, acide oléique : R2 = 0,969; acide palmitique : R2 = 0,782 et acide stéarique : R2 = 0,329).

L’analyse des composés mineurs par SPIR est un sujet moins exploré dans la littérature. Pour l’analyse des tocophérols, des travaux sur la luzerne (Gonzalez-Martin et al., 2006) et sur des huiles végétales (Szlyk et al., 2005) montrent des coefficients de détermination très élevés (R2 = 0,99). L’analyse de la partie stérolique dans l’huile d’olive a été déterminée par spectrométrie de Raman à transformée de Fourier et montre que certaines bandes des composants (β-carotène, lutéine) peuvent être facilement identifiées (Baeten et al., 2001). Les travaux de Calmon et al. (2009) montrent que l’on est très probablement à la limite actuelle de la capacité de la spectrométrie proche infrarouge pour doser sans extraction les constituants mineurs de l’akène de tournesol. Les validations croisées ont montré que les tocophérols totaux exprimés en mg/kg d’huile (R2 = 0,60) et les phystostérols totaux exprimés en mg/100 g de matière sèche (R2 = 0,61) n’étaient pas encore « mesurables » avec une grande précision. Les tocophérols et les phytostérols ont une teneur inférieure à 3% de la matière sèche, et il est difficile qu’ils soient prédits en toute sécurité. Cependant, la spectroscopie proche infrarouge donne la possibilité d’obtenir un classement par groupe des teneurs en tocophérols et en phytostérols utilisables en sélection (Ayerdi-Gotor, 2008). L’amélioration des équations de prédiction peut être envisagée en améliorant les résultats analytiques concernant les phytostérols en employant la spectrométrie de masse pour caractériser les phytostérols libres des stérols conjugués.

Conclusion

Ces dernières années ont vu des progrès spectaculaires dans la compréhension de la biosynthèse des acides gras et des composés mineurs de la graine de tournesol. La modification des profils et des teneurs est possible avec des combinaisons de mutations ciblées. La plus connue étant la mutation Ol dominante qui permet de produire en grande culture des tournesols à forte teneur en acide oléique. Le challenge étant maintenant d’obtenir des variétés à plus de 90%. L’élucidation du déterminisme de cette mutation en montre aussi les faiblesses, les mécanismes de silencing sont souvent instables et répondent de manière très variable au fond génétique dans lequel ils sont introduits. Les composés mineurs peuvent aussi être modifiés, bien que dans certains cas, les mutations pourraient conduire à des anomalies des phénotypes. Une fois les gènes majeurs intégrés, l’interaction avec le fond génétique demande encore beaucoup de travail et les méthodes de mesures doivent permettre d’augmenter le débit analytique. L’approche chimiométrique (infrarouge, Raman, etc.) est à portée de main et sera l’outil complémentaire indispensable.

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Liste des tableaux

Tableau 1.

Teneur (mg/kg d’huile) et composition (%) en tocophérols dans les principales huiles végétales.

Tableau 2.

Teneur et composition en phytostérols (g/100 g d’huile) dans les principales huiles végétales.

Liste des figures

thumbnail Figure 1.

Synthèse des acides gras dans les akènes de tournesol. AAC : acétyl-CoA carboxylase; ACP : acyl carrier protein (transporteur d’acides gras); MAT : malonyl-CoA : ACP-S méthyltransférase; KAS (I, II, III) : kétoacyl-ACP synthases; AAD1 : acido acyl desaturase delta 9; FAT : fatty acid thioesterases A pour les acides gras insaturés et B pour les acides gras saturés; GPAT : glycérol phosphate acyl transférase; LPAAT : lysophosphatidic acid acyl transferase; DGAT : diacyldlycéride acyl transférase; CPT : CDP-Choline : diacylglycéride phosphotransférase; FAD2 : oléoyl désaturase; FAE : complexe fatty acids elongase; VLCFA : acides gras à très longues chaînes (> 18 carbones ou very long chain fatty acids).

Dans le texte
thumbnail Figure 2.

Structure des tocochromanols. Tous les isomères naturels des tocophérols ont la même configuration stéréochimique, la forme RRR.

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thumbnail Figure 3.

Biosynthèse de tocophérols. Enzymes : GGPD : géranylgéranyl pyrophosphate réductase; HPT : homogentisate phytyltransférase; HGGT : homogentisate géranylgéranyl transférase (cette fonction est peut-être assurée par HPT); MPBQ-MT : methyl-phytyl-benzoquinone-méthyltransférase; γ-MT : γ-tocophérol méthyltransférase; HPPD : HPP dioxygénase. Les sigles VTE (vitamine E) sont aussi utilisés pour les différents points clés de la biosynthèse. Métabolites : MGGBQ : 2-méthyl-6-géranylgéranyl-1,4-benzoquinone; MPBQ : 2-méthyl-6-phytyl-1,4-benzoquinone; DMPBQ : 2,3-diméthyl-6-phytyl-1,4-benzoquinone; HPP : p-hydroxyphénylpyruvate; HGA : acide homogentisique.

Dans le texte
thumbnail Figure 4.

Structure chimique des phytostérols principaux de l’huile de tournesol. A) structure générale d’un stérol libre; B) numérotation des carbones (contrairement au cholestérol, les phytostérols portent sur le carbone 24 un groupement éthyl (β-sitostérol ou stigmastérol) ou méthyl (campestérol); C) stéryl glucoside (SG); D) acyl stéryl glucoside (ASG) et; E) stéryl ester ou (SE). L’acide gras pris en exemple ici est l’acide oléique, et les conjugués représentés sont un oléoylstérol (en E) et un oléoyl glycosylstérol (en D).

Dans le texte
thumbnail Figure 5.

Synthèse des phytostérols du tournesol. Enzymes : AAS : acyl acétyl-CoA synthase; HMGS : 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA synthase; HMGR : 3-hydroxy-3-méthylglutaryl-CoA réductase; MK : mévalonate kinase; MPK : phosphomévalonate kinase; MVD : mévalonate diphosphate décarboxylase-IPI : IPP isomérase; FPS : farnésyl diphosphate synthase; SQS : squalène synthase; SQE : squalène époxidase; CAS : cycloartenol synthase; SMT1 : stérol méthyltransférase 1; SMT2 : stérol méthyltransférase 2. Métabolites : IPP : isopentényl diphosphate; DMAPP : dimethylallyl diphosphate. Les flèches rouges indiquent les modifications apportées par les réactions enzymatiques. Le cholestérol n’est pas synthétisé par le tournesol, mais on le trouve à l’état de traces chez certains végétaux. Dans ce cas, il est synthétisé à partir du cycloarténol alors qu’il est issu du lanostérol chez les animaux.

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